AAV的复制缺陷性、人类的非致病性和相对的非免疫原性使得AAV成为最受欢迎的基因治疗载体之一。目前许多肾脏疾病可以通过基因治疗来解决。然而，与其他器官系统相比，基因传递到肾细胞是低效的，这在一定程度上是由于肾脏排除了50 kDa以上的分子，而且大多数基因传递载体的质量都是（megaDaltons，缩写为MDa）。分子生物学的最新进展使我们能够对AAV衣壳进行改造，来提高对肾脏的靶向性和转导效率。根据文献报道和实践经验，肾脏研究中常用的AAV血清型包括AAV1、AAV2、AAV5、AAV6、AAV7、AAV8和AAV9。在条件敲除小鼠诱导疾病发生之前，利用AAV 2/9介导基因表达，研究结果显示蛋白尿、血浆肌酐、血浆尿素、血浆胆固醇、组织学改变和长期生存率均有改善。
肾脏常用载体有 AAV2、AAV8 和 AAV9。
可以通过尾静脉注射、肾脏皮质直接注射、肾动脉注射或输尿管逆行注射等多种方式实现AAV在肾脏中的稳定持续表达，每种方法具有不同的特点和适用场景。
1、尾静脉注射
尾静脉注射最为便捷，对肾脏也不造成任何损害，但目的基因蛋白在肾脏的表达量偏少。
2、其他注射方式
常见的注射方式还有肾脏皮质直接注射、肾动脉注射或输尿管逆行注射等方法。肾动脉、肾皮质直接注射或输尿管逆行注射的方法，都会对肾脏造成一定的损害，主要感染肾小管上皮细胞。
图2 肾脏AAV给药方式，A肾动脉灌注，通过导管或注射器；B肾静脉逆行灌注；C逆行输尿管灌注；D经肾囊壁直接向肾实质注射。
实例一：AAV2/Anc80可以特异性并高效转导肾间充质细胞，包括周细胞、成纤维细胞和系膜细胞【3】
血清型：AAV2/Anc80；
启动子：CMV，CASI；
实验动物：C57小鼠；
注射方案：眶后静脉注射，1.0×10^12 vg/只，表达4周；
实验结果：通过静脉注射不同血清型AAV病毒AAV-CMV-eGFP-WPRE，结果显示4周后，AAV2/8和AAV2/Anc80是唯一表现出肾脏转导的AAV血清型，其中Anc80的转导率比AAV8高3-5倍。免疫荧光染色结果显示Anc80-GFP的表达仅限于肾间质、肾小球和肾小球旁区域。此外与CMV启动子相比，CASI启动子的周细胞和成纤维细胞转导效果更好，对系膜细胞转导效率低。
图3 AAV 2/Anc80高效转导肾间质细胞和系膜细胞
实例二：经尾静脉注射给予的AAV9可转导肾脏足细胞【4】
血清型：AAV9；
启动子：hNPHS1，mNPHS1；
实验动物：Pod-rtTA TetO-Cre NPHS2fl/fl小鼠（诱导足蛋白敲除肾病小鼠模型）；
注射方案：尾静脉注射，1.5×10^12 vg/只，表达8周；
实验结果：8周龄的Pod-rtTA TetO-Cre NPHS2fl/fl小鼠通过尾静脉注射AAV 2/9 -hNPHS1-mpodo、AAV 2/9-mNPHS1-mpodo或生理盐水。结果显示，8周后在注射AAV的小鼠肾皮质中，可以检测到AAV的ITRs。接受AAV载体注射的小鼠肾脏中，实时荧光定量PCR结果显示NPHS2（ 编码 podocin足突蛋白）和HA标记的podocin足突蛋白mRNA增加。进一步的共定位分析表明，HA标记的podocin足突蛋白与足细胞标记物Nephrin有明显的共定位现象。
图4 尾静脉注射AAV9感染肾脏
实例三：过表达tRF3-IleAAT减轻了DKD模型中ECM的合成【5】
血清型：AAV9；
实验动物：DKD小鼠（糖尿病肾病模型）；
注射方案：尾静脉注射，1.0×10^12 vg/只，表达8周；
实验结果：通过尾静脉注射AAV-tRF3-IleAAT 来过表达tRF3-IleAAT，并建立相应的NC组AAV-tRF-NC。在20周龄时，db/db + AAV tRF3-IleAAT组肾组织中，tRF3-IleAAT的表达水平显著升高，表明成功实现了过表达。
图5尾静脉注射AAV过表达tRF3-IleAAT
实例四：AAV2-GEC特异性转导肾小球内皮细胞【6】
血清型：AAV2-GEC；
启动子：CMV；
实验动物：C57小鼠；
注射方案：尾静脉注射，5.0×10^12 vg/kg，表达2周；
实验结果：为了选择肾脏特异性的AAV衣壳，使用了AAV2随机七聚体肽库，评估AAV2-GEC（AAV2-QVLVYRE）体内转导效率，结果显示在注射AAV2-wt的小鼠肾脏中未检测到GFP的表达，肝脏和心脏中GFP表达较强，脾脏中表达中等，而在AAV2-GEC注射小鼠的肝脏、心脏和脾脏中，GFP阳性细胞并没有与内皮细胞标记物共定位。在肾脏中，免疫荧光染色（IF）显示，AAV2-GEC介导的GFP表达仅限于肾小球，在所有肾小球中均具有良好的转导效率。
图6 AAV2-GEC介导GFP在肾小球内皮细胞表达
参考文献
[1] Zincarelli C, Soltys S, Rengo G, Rabinowitz JE. Analysis of AAV serotypes 1-9 mediated gene expression and tropism in mice after systemic injection. Mol Ther. 2008;16(6):1073-1080.
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[4] Ding WY, Kuzmuk V, Hunter S, et al. Adeno-associated virus gene therapy prevents progression of kidney disease in genetic models of nephrotic syndrome. Sci Transl Med. 2023;15(708):eabc8226.
[5] Qiao YY, Ji JL, Hou WL, et al. tRF3-IleAAT reduced extracellular matrix synthesis in diabetic kidney disease mice by targeting ZNF281 and inhibiting ferroptosis. Acta Pharmacol Sin. 2024;45(5):1032-1043.
[6] Wu G, Liu S, Hagenstein J, et al. Adeno-associated virus-based gene therapy treats inflammatory kidney disease in mice. J Clin Invest. 2024;134(17):e174722.
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